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幹細胞を使った遺伝子編集の進展

研究が病気の研究のための幹細胞における遺伝子編集の効率を向上させる。

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目次

幹細胞は、体の中でいろんなタイプの細胞に変わる特別な細胞なんだ。研究にとって重要で、病気を理解したり、新しい薬を試したりするのに役立つ。人間の多能性幹細胞(HPSCS)っていう種類の幹細胞は、体のほぼ全てのタイプの細胞になれる。科学者たちはこれらの細胞を使って病気を研究し、新しい治療法を探してる。

遺伝子編集は、科学者が細胞のDNAを変えるために使う方法なんだけど、CRISPR/Cas9っていう人気のツールがある。このツールを使うことで、特定の遺伝子をDNAの中から取り除いたり変えたりできる。hPSCsにCRISPR/Cas9を使うことで、科学者たちは病気のモデルを作って、その仕組みを理解したり、潜在的な治療法を試したりしてる。

遺伝子ノックアウトって何?

遺伝子ノックアウトは、特定の遺伝子をオフにしたり取り除いたりしたときに何が起こるかを理解するために研究者が使う方法なんだ。重要なのは、いくつかの遺伝子がうまく働かないと病気を引き起こすことがあるから。hPSCsでノックアウトを作ることで、遺伝子がないことで細胞がどうなるかを観察できる。これが病気の発展や治療法についての洞察につながるかもしれない。

CRISPR/Cas9は遺伝子ノックアウトを作るためによく使われる。システムはDNAの特定の部分をターゲットにして切り込みを入れ、遺伝子に変化をもたらす。DNAが自分を修復しようとすると、小さな変化、いわゆる挿入や欠失(INDEL)が起こることがあって、これが遺伝子の機能を妨げることがある。

幹細胞での遺伝子編集の課題

hPSCsでCRISPR/Cas9を使うとき、科学者たちはいくつかの課題に直面したんだ。初期の実験では、遺伝子ノックアウトの効率がすごく低くて、1-2%ぐらいだった。これはhPSCsがDNAの変化に抵抗することが多くて、遺伝子をうまく編集できなかったから。

時間が経つにつれて、科学者たちはこのプロセスを改善するためにいろんな方法を試した。CRISPRツールを細胞にどうやって届けるか、より効果的なガイドを設計すること、そして細胞に変化を取り込ませるための異なる方法を試みた。一部の新しい戦略には、Cas9リボヌクレオプロテイン(RNP)複合体や、ドキシサイクリン(Dox)っていう薬でトリガーできる改良版のCas9を使うことが含まれてた。

最適化されたhPSCs-iCas9システム

この研究では、最適化されたhPSCs-iCas9システムっていう新しいシステムが開発された。このシステムは、hPSCsでの遺伝子ノックアウトの効率を大幅に改善したんだ。研究者たちは、細胞の扱い方や編集ツールを導入するタイミングなど、いくつかの要素を調整した。

調整後、遺伝子ノックアウト実験で82%から93%の素晴らしいINDEL効率を達成した。これは、以前の方法と比べて、かなり多くのhPSCsが遺伝子をノックアウトできたことを意味してる。

sgRNA設計の課題

CRISPR/Cas9を使う上での重要な部分は、DNAを切る場所を指示するガイドRNA(SgRNA)を設計することなんだけど、オンラインで役立つリソースがたくさんある一方で、課題もあるんだ。これらのツールからの予測が全て正確ってわけじゃなくて、効果的なsgRNAが選ばれないことがある。

これに対処するために、研究者たちはいくつかのsgRNAを試して、実際の実験でどれがうまくいくかを確認した。彼らは、いくつかの設計ツールが他よりも信頼性が高いことを発見し、今後の実験でより良いsgRNAを選ぶのに役立った。

タンパク質発現のチェック

sgRNAを使ってノックアウト細胞を作った後、ターゲットタンパク質がまだ作られているかを確認するのが大事なんだ。このステップは重要で、DNAを編集しても、タンパク質が残っている場合があるから。例えば、代替スプライシングや他の細胞メカニズムのせいでね。

正しいsgRNAが選ばれたかを確かめるために、研究者たちはウェスタンブロッティングっていう技術を使って編集された細胞のタンパク質を検出した。これをすることで、どのsgRNAがターゲットタンパク質をノックアウトするのに効果的だったか、どれがそうでなかったかを見られるんだ。

研究のステップバイステッププロセス

1. 幹細胞の準備

研究者たちは特定のタイプのhPSCsを使って、制御された条件下で育てた。細胞が健康で汚染されていないかを定期的にチェックしてた。

2. hPSCs-iCas9ラインの作成

次のステップは、Cas9システムをhPSCsに導入することだった。これは、Cas9タンパク質の指示が入った特別なDNAの断片を幹細胞のゲノムの安全な場所に挿入することで行われた。導入後、細胞は生存能力と新しい遺伝子を持っているかで選ばれた。

3. sgRNAの設計

研究者たちは、設計ツールからの予測に基づいて異なる遺伝子をターゲットにするいくつかのsgRNAを設計した。これらのsgRNAが彼らが行いたい遺伝子編集タスクに適しているか確かめた。

4. ヌクレオフェクション

sgRNAをhPSCsに届けるために選ばれた方法はヌクレオフェクションだった。この技術は、電気インパルスを使ってsgRNAが細胞により効果的に入るのを助ける。

5. テストと改善

ヌクレオフェクションの後、研究者たちは遺伝子編集の効率をチェックした。彼らは、このプロセスを調整したパラメータで何度も繰り返して、より良い結果を得られるかを見た。テストごとに、何がうまくいって何がそうでないかについてもっと学んだ。

幹細胞を心筋細胞に分化させる

最適化されたシステムがうまく機能するようになったら、研究者たちはミューテントhPSCsを心筋細胞に分化させることに焦点を移した。このステップは心疾患のモデル化にとって重要で、特定の細胞タイプにおける病気の影響を研究することができる。

研究者たちは、hPSCsを心筋細胞に変換するように促すために特定のプロトコルを遵守した。彼らは心筋細胞の純度が高いことを確認し、作成したモデルが心疾患の研究に適していることを確かめた。

病気モデルにおけるミトコンドリア機能障害

研究者たちは、特定の遺伝子変異によってミトコンドリア機能障害を引き起こすバース症候群という病気に注目した。彼らはhPSCs-iCas9システムを使ってTAZ遺伝子をノックアウトすることで、この遺伝子の喪失が心筋細胞に与える影響を研究するモデルを作った。

ノックアウトした心筋細胞が作られた後、彼らは細胞がどれだけ機能するかを評価した。これらのノックアウト細胞は、バース症候群の患者に見られるミトコンドリアの問題が顕著だった。

デリバリーメソッドの比較

心筋細胞での遺伝子編集効率を研究しているとき、研究者たちはCRISPRコンポーネントを届けるための異なる方法を試した。彼らは、従来のリポソーム法がこれらの分化した細胞では良い結果を出さなかったことを発見した。

この発見は、現在の人気のあるデリバリーメソッドが全ての細胞タイプに適しているわけではなく、特殊な細胞、つまり心筋細胞のような細胞での効果的な遺伝子編集のためにはさらなる最適化が必要だということを示唆している。

編集効率の検証

研究者たちは、遺伝子編集の方法が正確であることを確認したいと思った。彼らは、編集の効率を理解する上でどの分析ツールが最も良い結果を提供するかを比較した。いくつかのツールが他よりも良く機能し、特定のsgRNAがどれだけ効果的であったかを理解する手助けをした。

実用的な応用と将来の方向性

研究者たちがhPSCsの遺伝子編集において達成した進展は、再生医療の分野で重要な一歩を表している。この最適化アプローチは、病気の研究のためのより良いモデルを作ることにつながり、新しい薬をより効率的に試す手助けをするかもしれない。

今後、このプラットフォームは、ターゲットポイント変異や大きな欠失など、他のタイプの遺伝子修正にも拡張される可能性があり、遺伝子研究における有用性をさらに高めることができる。

分野が成長し続ける中で、研究者たちは遺伝子疾患の複雑さをよりよく理解し、それに対抗するための新しい治療戦略を開発できるようになる。目標は、高度な遺伝子編集戦略を広範な科学的応用に対してアクセスしやすく、実用的にすることなんだ。

結論

この研究は、hPSCsにおける遺伝子編集方法を強化する上でかなりの進展を遂げた。最適化されたhPSCs-iCas9システムを開発することで、科学者たちは病気の研究や治療法のテストのために新しい扉を開いた。今後も努力と改善を続ければ、この技術はさまざまな遺伝性疾患との戦いにおいて重要なツールになるかもしれない。最終的には、健康な結果の改善につながることが期待されている。

オリジナルソース

タイトル: Optimization of gene knockout approaches and practical solutions to sgRNA selection challenges in hPSCs with inducible Cas9 system

概要: RationaleCRISPR/Cas9 has been extensively used to knock out genes, allowing the study of genetic loss-of-function in human pluripotent stem cells (hPSCs). However, the current use of the Cas9-sgRNA plasmid or iCas9 system for gene editing in hPSCs has resulted in limited and inconsistent editing efficiency, as well as labor-intensive work. Additionally, identifying single-guide RNAs (sgRNAs) with high cleavage efficiency and distinguishing them from ineffective ones, which efficiently induce frameshift INDELs (Indels and Deletions) but fail to eliminate target proteins expression, are major challenges in gene knockout experiments. MethodsThis study addresses above issues using an optimized doxycycline-induced spCas9-expressing hPSCs (hPSCs-iCas9) system. We initially developed this system by optimizing a number of parameters to maximize INDELs introducing efficiency in hPSCs-iCas9 cells. The INDELs determined by this system were then compared to predicted scores from three cleavage efficiency scoring algorithms to validate the algorithms accuracy and consistency. Furthermore, we conducted gene knockout using a set of sgRNAs targeting different exons of the ACE2 gene to achieve approximately 80% INDELs for each targeting locus. Western blotting was then performed to detect ACE2 protein expression levels, enabling the identification of potentially ineffective sgRNAs. ResultsSeveral critical factors, including cell tolerance to nucleofection stress, sgRNA stability, nucleofection frequency, and the cell-to-sgRNA ratio, were found to have significant impact on editing efficiency in hPSCs-iCas9. Fine-tuning these parameters markedly improved this efficiency, resulting in up to 93% INDELs for single gene knockout. The three scoring algorithms exhibited significant differences or even conflicts in scoring cleavage efficiency. Through comparing experimental observations to predicted scores, we discovered that the Benchling algorithm outperformed the other two in terms of accuracy and consistency. Furthermore, a sgRNA targeting exon 2 of ACE2 gene was quickly identified as ineffective, as evidenced by the edited cells pool containing 80% INDELs while ACE2 protein expression retained unchanged detected by Western blot. ConclusionThe findings of this study offer valuable insights into the optimal design of gene knockout experiments in hPSCs and provide practical solutions to sgRNA selection challenges for gene editing.

著者: Xujie Liu, J. Ni, J. Gong, Y. Ran, R. Bai, P. Huang, M. Zhou, Z. Zheng, Y. You, F. Lan

最終更新: 2024-07-15 00:00:00

言語: English

ソースURL: https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2024.07.09.602644

ソースPDF: https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2024.07.09.602644.full.pdf

ライセンス: https://creativecommons.org/licenses/by-nc/4.0/

変更点: この要約はAIの助けを借りて作成されており、不正確な場合があります。正確な情報については、ここにリンクされている元のソース文書を参照してください。

オープンアクセスの相互運用性を利用させていただいた biorxiv に感謝します。

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