Comment les mouches à fruits utilisent l'ARNi pour lutter contre les virus
Les mouches des fruits utilisent l'interférence RNA pour lutter efficacement contre les infections virales.
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La drosophile, communément appelée mouche des fruits, a une façon spéciale de lutter contre les virus grâce à un processus qu'on appelle l'interférence à ARN (RNAi). Ce processus est principalement géré par des voies de petits ARN interférents (siRNA) qui se mettent en marche quand le virus infecte la mouche. Quand un virus entre dans la mouche, il produit de l'ARN double brin (dsRNA), qui est reconnu par une protéine appelée Dicer-2. Cette protéine découpe le dsRNA en morceaux plus petits appelés siRNAs. Une fois formés, ces siRNAs s'associent à une autre protéine appelée Argonaute-2 (AGO2) pour créer un complexe connu sous le nom de complexe de silençage induit par l'ARN (RISC). Ce complexe aide à trouver et éliminer l'ARN viral, empêchant ainsi le virus de se multiplier.
Des recherches montrent que les mouches qui n'ont pas certaines protéines clés de la voie siRNA sont plus vulnérables à différentes infections virales. Elles ont du mal à se défendre contre divers virus, montrant à quel point cette voie est importante pour leur survie.
Comment le siRNA cible l'ARN viral
Quand les mouches sont infectées par des virus, elles génèrent des siRNAs spécifiques aux virus (vsiRNAs). Ces vsiRNAs peuvent cibler n'importe quel ARN viral à l'intérieur des cellules infectées. Silencer l'ARN viral signifie que le virus ne peut pas se répliquer, empêchant ainsi la propagation de l'infection. Cependant, distinguer la cible virale d'origine peut être complexe car à la fois le génome viral et ses transcrits peuvent être silenciés.
Dans les plantes infectées par certains virus, les transcrits viraux se sont révélés être les principales cibles de l'RNAi. Cependant, le mécanisme chez les plantes est assez différent de celui des animaux, ce qui soulève des questions sur l'universalité de cette observation à travers les espèces.
Des études précédentes ont suggéré que la drosophile pourrait cibler préférentiellement certains types d'ARN pendant une infection. Comprendre quels types d'ARN viraux sont ciblés peut fournir des informations sur la façon dont les mouches se défendent contre ces infections.
Recherche sur les cibles de la voie siRNA chez la drosophile
Pour mieux comprendre comment la voie siRNA fonctionne pendant une infection virale, les chercheurs ont utilisé la drosophile comme système modèle. L'étude s'est concentrée sur deux virus, le virus de la stomatite vésiculaire (VSV), qui a un ARN à brin négatif, et le virus Sindbis (SINV), qui a un ARN à brin positif. L'objectif était d'identifier quels types d'ARN viraux la voie siRNA cible.
Infection par le VSV et réponse antivirale
Le VSV est un virus qui a une capacité puissante à déclencher une réponse RNAi chez la drosophile. Pour explorer l'efficacité de la réponse antivirale des mouches, les chercheurs ont mené des expériences in vivo où les mouches étaient d'abord exposées à une forme de virus capable de se répliquer ou inactive. Cette distinction a permis aux scientifiques d’observer comment la voie siRNA pouvait répondre à l'infection ultérieure.
Les résultats ont montré qu'une exposition préalable au virus actif réduisait significativement la réplication du deuxième virus introduit. Cela indique que la voie siRNA renforce la capacité de la mouche à repousser les virus efficacement. Les chercheurs ont conclu que la clé de cette défense est la présence de dsRNA, qui déclenche la réponse RNAi.
Impact des transcrits viraux polyadénylés
Pour comprendre davantage comment la drosophile réagit à l'infection par le VSV, les chercheurs ont injecté des types spécifiques de dsRNAs dans les mouches. Cela incluait des dsRNA ciblant le gène de la nucléoprotéine du VSV. Les résultats ont révélé que le traitement avec le dsRNA spécifique réduisait fortement les niveaux d'ARN viral. En revanche, les dsRNA ciblant des gènes non liés n'affectaient pas significativement les niveaux d'ARN viral.
Ces résultats indiquent que la voie siRNA cible principalement les transcrits viraux plutôt que les génomes du virus pendant l'infection par le VSV. Il semble que l'ARN viral qui porte la polyadénylation soit plus susceptible d'être silencé, protégeant ainsi la mouche de la menace virale.
Infection par le SINV et ciblage des transcrits
Les chercheurs ont également examiné comment la drosophile réagit au SINV, un virus à ARN à brin positif. Le génome du SINV peut aussi agir directement comme un ARN messager pour la production de protéines. En menant des expériences similaires, les scientifiques ont injecté des dsRNAs ciblant des gènes spécifiques et mesuré l'impact sur la réplication virale.
Les résultats ont montré une réduction significative des niveaux d'ARN viral et sous-génomique après que les mouches aient été traitées avec dsRNA ciblant les protéines de réplication virale. En revanche, le dsRNA ciblant la GFP (protéine fluorescente verte) n'affectait pas de manière cohérente les niveaux globaux de réplication virale. Cela suggère que, bien que cibler des protéines virales spécifiques puisse limiter la propagation du SINV, cibler des gènes non essentiels peut ne pas avoir le même effet.
De cela, les chercheurs ont déduit que la voie siRNA cible préférentiellement les transcrits viraux qui sont activement traduits en protéines. Ce ciblage garantit que le processus de réplication virale est interrompu à un moment critique.
AGO2 et association avec les ribosomes
Un acteur clé de la voie siRNA est la protéine AGO2, qui fait partie du RISC. Des études antérieures ont indiqué qu'AGO2 s'associe aux ribosomes, la machinerie cellulaire responsable de la synthèse des protéines. Ce positionnement permet à AGO2 de surveiller les ARN viraux à mesure qu'ils s'approchent des ribosomes pour la traduction.
Dans l'étude, il a été confirmé qu'AGO2 reste étroitement aligné avec les ribosomes, que les cellules de la mouche soient infectées par le VSV ou non. Cela suggère que la voie siRNA est toujours prête à agir sur tout ARN viral entrant. L'association étroite entre AGO2 et les ribosomes joue un rôle crucial dans la façon dont la voie siRNA cible et silence efficacement les transcrits viraux.
Conclusion
La voie siRNA antivirale chez la drosophile sert de mécanisme de défense essentiel contre les infections virales. La recherche a démontré que cette voie cible principalement les transcrits ARN viraux plutôt que les génomes d'ARN. En s'associant aux ribosomes, AGO2 et le RISC peuvent efficacement scanner les ARNm viraux entrants avant qu'ils ne soient utilisés pour la réplication.
Cette compréhension de la façon dont la drosophile gère les infections virales peut aider à développer des stratégies pour améliorer les réponses antivirales chez les insectes et peut-être d'autres organismes. Cibler des gènes essentiels à la réplication virale pourrait améliorer l'efficacité des approches RNAi, notamment contre les virus à ARN.
Les connaissances acquises en étudiant la voie siRNA chez la drosophile peuvent éclairer les recherches futures et les applications potentielles pour contrôler les infections virales dans divers contextes, y compris l'agriculture et la santé publique.
Titre: Antiviral RNA interference targets viral transcripts but not genomes of RNA viruses in Drosophila melanogaster
Résumé: RNA interference (RNAi) mediated by the small interfering RNA (siRNA) pathway is a major antiviral mechanism in insects. This pathway is triggered when double-stranded RNA (dsRNA) produced during virus replication is recognized by Dicer-2, leading to the formation of virus-derived siRNA duplexes. These siRNAs are loaded onto the programmable nuclease Argonaute-2 (AGO2), with one strand serving as a guide to target and cleave fully complementary sequences of viral RNAs. While siRNAs are generated from viral dsRNA, the specific viral RNA species targeted for silencing during RNA virus replication remains unclear. In this study, we characterized the primary viral RNA targets of the Drosophila siRNA pathway during infections caused by negative and positive RNA viruses, namely Vesicular stomatitis virus (VSV) and Sindbis virus (SINV). Our findings reveal that polyadenylated transcripts of VSV and SINV are the major targets of silencing by the siRNA pathway during infection, likely when they are poised for translation. Consistent with earlier findings, we confirmed that AGO2 copurifies with ribosomes, and this is not affected by virus infection. Therefore, we propose that the inhibition of the replication of RNA viruses in Drosophila results from the silencing of incoming viral transcripts, facilitated by the association of AGO2 with ribosomes. Author SummaryThe small interfering RNA (siRNA) pathway mediates major antiviral immune response in insects, functioning to cleave viral RNA. While this pathway has been extensively studied in the fruit fly Drosophila melanogaster, the specific molecular targets of inhibition by the siRNA pathway have remained unclear. In this study, we aimed to elucidate these targets. Our findings demonstrate that polyadenylated transcripts produced during viral infection are the primary targets of the Drosophila siRNA pathway, in the case of both negative and positive single-stranded RNA viruses. The silencing of these transcripts accounts for the antiviral effect of the siRNA pathway, suggesting that direct targeting of viral RNA genomes is unlikely to occur. We confirmed that Argonaute-2 (AGO2), the core component of the silencing complex, co-purifies with ribosomes and also show that this association is not affected by viral infection. This suggests that AGO2 is in permanent association with ribosomes where it can efficiently scan viral transcripts before they undergo translation by the cellular machinery, thereby preventing viral replication. These results provide valuable insights into the mechanism of gene silencing the siRNA pathway.
Auteurs: Joao Marques, E. Silva, F. Alvaro, T. Leite, I. Faria, J. Armache, G. Hass, F. Martin, J.-L. Imler
Dernière mise à jour: 2024-04-13 00:00:00
Langue: English
Source URL: https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2024.04.10.588985
Source PDF: https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2024.04.10.588985.full.pdf
Licence: https://creativecommons.org/licenses/by/4.0/
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