Avancées dans les techniques de modification génétique pour la leishmaniose
Des chercheurs améliorent les méthodes d'édition génétique pour étudier le Leishmania plus efficacement.
Tom Beneke, N. H. May, A. Schmid, E. Meiser
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Table des matières
L'édition génétique est un outil important dans la recherche. Ça permet aux scientifiques de modifier l'ADN des organismes vivants. Une technique qui attire beaucoup l'attention s'appelle CRISPR/Cas9. Cette méthode a rendu plus facile l'étude des fonctions des gènes chez des organismes comme Leishmania, un parasite qui peut causer des maladies chez les humains.
Mais utiliser CRISPR avec Leishmania a ses défis. La méthode habituelle d'utilisation de CRISPR peut entraîner des changements inattendus dans l'ADN, ce qui complique l'évaluation de la réussite de l'édition. De plus, Leishmania ne possède pas certains outils importants pour réparer l'ADN, ce qui entraîne plus d'erreurs et rend le processus d'édition des gènes moins efficace.
Les chercheurs essaient de trouver de nouvelles façons de rendre l'édition génétique plus réussie avec Leishmania. Une approche excitante utilise un outil appelé l'éditeur de bases CBE hyBE4max. Cet outil permet aux scientifiques de changer des lettres spécifiques dans l'ADN sans provoquer de grosses cassures. Cette méthode a montré qu'elle pouvait perturber des gènes sans avoir besoin de procédures plus complexes.
Limites des Méthodes Actuelles
Bien que l'éditeur de bases offre des avantages, il y a encore des limites à son utilisation avec Leishmania. Un des principaux problèmes est que différentes espèces de Leishmania réagissent différemment à l'éditeur de bases. Certaines espèces nécessitent beaucoup de temps en lab pour réaliser des modifications, ce qui n'est pas idéal pour les chercheurs qui veulent des résultats rapides.
Utiliser d'autres types d'interférence par ARN, ou RNAi, pour explorer les fonctions des gènes est aussi une option, mais cette méthode convient seulement à certaines espèces de Leishmania, limitant son utilité.
Développements Récents
Pour combattre ces problèmes, les chercheurs cherchent à améliorer leurs méthodes d'édition des gènes actuelles. Ils ont trouvé une nouvelle version du promoteur T7 RNA Polymerase (RNAP), qui aide à exprimer le CBE plus efficacement. Ce nouveau promoteur permet une meilleure expression de l'ARN guide qui aide à diriger l'éditeur de bases au bon endroit dans l'ADN, menant à des modifications de l'ADN plus réussies sans nuire à la croissance du parasite.
En plus d'optimiser l'expression du CBE, les chercheurs utilisent maintenant une nouvelle version d'une nucléase Cas12a, qui aide à couper l'ADN à des points spécifiques. En combinant cette nucléase avec le CBE, ils ont développé un nouveau système pour livrer et intégrer l'ARN guide dans l'ADN du parasite Leishmania.
Amélioration de l'Efficacité de l'Édition Génétique
Les chercheurs ont fait des avancées pour augmenter les taux de succès de l'édition génétique. En utilisant les versions améliorées du CBE et de Cas12a ensemble, ils ont remarqué un boost significatif dans la réussite des modifications. Ça veut dire que plus de cellules peuvent être modifiées en moins de temps, ce qui est super important pour des études à grande échelle.
Les chercheurs ont aussi constaté que précédemment, quand ils essayaient d’introduire plusieurs outils d’édition dans une seule cellule, ça menait souvent à une confusion dans la façon dont l'ADN était modifié. Le nouveau système, par contre, permet d’intégrer efficacement un outil d’édition dans chaque cellule, ce qui aide à clarifier les résultats des expériences.
Le Rôle des Tests et Caractérisations
Une fois que les nouveaux systèmes ont été mis en place, les chercheurs avaient besoin de tester leur efficacité pour atteindre les résultats souhaités. Ils ont examiné à quel point ils pouvaient cibler des gènes spécifiques et perturber leur fonction. Par exemple, ils se sont concentrés sur un gène appelé PF16, qui est crucial pour le mouvement du parasite. Quand ils ont ciblé ce gène, ils ont remarqué que les parasites modifiés ne pouvaient plus bouger correctement, ce qui a confirmé que l'édition avait réussi.
Applications Futures
Les améliorations apportées au système d’édition génétique avec les nouveaux outils offrent des possibilités excitantes pour la recherche future. Avec ces nouvelles capacités, les chercheurs peuvent maintenant explorer une gamme plus large d'applications telles que :
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Études Fonctionnelles des Gènes à Grande Échelle : Les nouvelles technologies d'édition génétique permettront de tester plusieurs gènes simultanément. Ça peut aider à identifier quels gènes sont essentiels à la survie du parasite et contribuent à sa capacité à causer des maladies.
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Recherche sur la Résistance aux Médicaments : En introduisant des mutations spécifiques dans le génome, les scientifiques peuvent mieux comprendre comment ces changements contribuent à la résistance contre les traitements actuels. Cette connaissance pourrait mener à des thérapies plus efficaces.
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Compréhension des Traits Complexes : Avec la capacité de cibler plusieurs gènes, les chercheurs peuvent étudier comment différents traits sont liés entre eux et comment ils sont contrôlés par la génétique de l'organisme.
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Création de Modèles Génétiques : Le système peut être utilisé pour créer des modèles de la maladie, ce qui peut aider dans le développement de vaccins ou de nouveaux traitements.
Conclusion
L'édition génétique chez Leishmania a fait beaucoup de chemin grâce aux récentes avancées technologiques. La combinaison du CBE hyBE4max et de la nucléase Cas12a a conduit à une meilleure efficacité et précision dans l'édition du génome du parasite. Ça ouvre la porte à de nouvelles opportunités de recherche qui pourraient améliorer de manière significative notre compréhension de la biologie de Leishmania et de son interaction avec les humains. À mesure que ces technologies continuent de s'améliorer, le potentiel de découvrir de nouveaux traitements pour les maladies causées par Leishmania semble de plus en plus prometteur.
Titre: Improved base editing and functional screening in Leishmania via co-expression of the AsCas12a ultra variant, a T7 RNA Polymerase, and a cytosine base editor
Résumé: The ability to analyse the function of all genes in a genome is highly desirable, yet challenging in Leishmania due to a repetitive genome, limited DNA repair mechanisms and lack of RNA interference in most species. While our introduction of a cytosine base editor (CBE) demonstrated potential to overcome these limitations (Engstler and Beneke (2023)), challenges remained, including low transfection efficiency, variable editing rates across species, parasite growth effects, and competition between deleterious and non-deleterious mutations. Here, we present an optimized approach addressing these issues. We identified a T7 RNAP promoter variant ensuring high editing rates across Leishmania species without compromising growth. A revised CBE single-guide RNAs (sgRNAs) scoring system was developed to prioritize STOP codon generation. Additionally, a triple-expression construct was created for stable integration of CBE sgRNA expression cassettes into a Leishmania safe harbor locus using AsCas12a ultra-mediated DNA double-strand breaks, increasing transfection efficiency by [~]400-fold to one transfectant per 70 transfected cells. Using this improved system for a small-scale proof-of-principle pooled screen, we successfully confirmed the essential and fitness-associated functions of CK1.2, CRK2, CRK3, AUK1/AIRK, TOR1, IFT88, IFT139, IFT140 and RAB5A in L. mexicana, demonstrating a significant improvement over our previous method. Lastly, we show the utility of co-expressing AsCas12a ultra, T7 RNAP and CBE for hybrid CRISPR gene replacement and base editing within the same cell line. Overall, these improvements will broaden the range of possible gene editing applications in Leishmania species and will enable a variety of loss-of-function screens in the near future.
Auteurs: Tom Beneke, N. H. May, A. Schmid, E. Meiser
Dernière mise à jour: 2024-12-07 00:00:00
Langue: English
Source URL: https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2024.02.28.582587
Source PDF: https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2024.02.28.582587.full.pdf
Licence: https://creativecommons.org/licenses/by/4.0/
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